ReProMin: un método eficiente para tener bacterias eficientes

Agustín B. Ávila Casanueva

José Utrilla está acostumbrado a pensar en las bacterias como si fueran pequeñas fábricas. La metáfora no es muy forzada, finalmente llevamos casi 50 años modificando bacterias genéticamente para que produzcan moléculas de interés comercial. Sus aplicaciones son tan variadas como la producción de enzimas humanas como la insulina; o generar biosensores que cuando detectan contaminantes en una muestra de agua se encienden como linternas. Y si las bacterias se pueden entender como fábricas a las que se les da un recurso y lo transforman en un producto, estas fábricas pueden volverse más eficientes.

“El problema es que una bacteria tiene que estar preparada para lo que sea”, me cuenta el Dr. José Utrilla, investigador del grupo de Biología de Sistemas y Biología Sintética del CCG. A lo que José se refiere es que las bacterias en vida libre, como las que viven en nuestros intestinos, o en el suelo, o sobre nuestras mascotas; tienen que estar listas para cambios de temperatura, distintos tipos de alimento o la escasez del mismo, cambio de salinidad, o cualquier otro inconveniente en los periplos diarios de estos seres unicelulares. “Pero nosotros crecemos a las bacterias en un laboratorio” me explica José “ahí todo es igual, nada cambia”. Y si todo es igual, las bacterias solamente tienen que estar preparadas para el ambiente del laboratorio y ningún otro.

Las bacterias en vida libre deben de gastar parte de su energía y recursos en estar al tanto del medio que las rodea y preparándose para cosas que muy probablemente no vayan a pasar. Es como mirar hacia ambos lados de la calle antes de cruzar una calle de un solo sentido: en realidad es muy poco probable que alguien venga en sentido contrario, pero hay que gastar un poco de energía en asegurarnos porque, en caso de que alguien sí venga en sentido contrario, las consecuencias pueden ser fatales. Y así, a lo largo de un día –o un par de generaciones en tiempos bacterianos- las bacterias van sufriendo estas pequeñas fugas de energía que al sumarlas se vuelven significantes.

La manera en la que pierden energía es que las bacterias hacen muchas proteínas que no tendrían por qué hacer dentro del ambiente controlado de un laboratorio. Y la producción de proteínas está regulada por la actividad de los genes de la misma bacteria. “Si podemos apagar los genes que codifican para las proteínas que no se necesitan” me explica el Dr. Utrilla, “podemos volver a la bacteria más eficiente evitando que gaste recursos de manera innecesaria”.

El primer paso es saber cuáles de estos genes se pueden apagar y cuáles no. Los genes de mantenimiento celular –que se encargan por ejemplo de la respiración celular, o de duplicar el ADN- obviamente no pueden ser apagados ya que significaría la muerte de la bacteria, tampoco los genes que se encargan de hacer la molécula de interés en nuestra fábrica bacteriana, ya que ese es el punto por lo cual queremos que sea más eficiente. Entonces ¿cuáles genes no son esenciales?

La pregunta es difícil de contestar, y como diría casi cualquier biólogo: depende de la especie y del ambiente. Mientras mejor conozcamos a nuestra bacteria, es más fácil saber cuáles genes se pueden apagar y cuáles no. Y sin lugar a dudas, la bacteria que mejor entendemos es Escherichia coli (E. coli para sus cuates), una bacteria que disfruta de vivir en nuestros intestinos y que muy pocas veces nos causa problemas. “Las redes de interacción de genes en E. coli se han estudiado a mucha profundidad” relata José “y toda esa información está organizada en una base de datos llamada Regulon DB, creada y mantenida por colegas de aquí, del CCG”.

En realidad José y sus colaboradores –estudiantes del CCG y un grupo de investigación de la Universidad de Surrey en el Reino Unido- no solamente quieren la lista de los genes que podrían apagar bajo las condiciones de laboratorio y que permitirían a nuestra fábrica/bacteria sobrevivir y realizar la función que queremos. También quieren la lista de los genes que controlan a esos genes.

“Hay dos maneras en las que podríamos apagar los genes no esenciales” explica José, “una sería realizar una mutación en cada uno de estos genes”, ya sea algo que provoque que la proteína que el gen codifica no se genere, o quitar el gen del genoma por completo. Este es el método que se ha utilizado hasta ahora en la mayoría de las ocasiones, y si bien cumple su cometido, es muy laboriosa. El Dr. Utrilla y sus colegas proponen hacer más eficiente no sólo a la bacteria, sino también el método con la cual la harán más eficiente: “si nos aprovechamos de la red de regulación de los genes, entonces sólo tenemos que eliminar unos pocos genes para apagar a todos los que queremos apagar”.

En cualquier ser vivo, la parte de su genoma que forma a los genes sirve para que cuando estos se activen, generen un mensaje con las instrucciones de cómo hacer una proteína, y esta proteína tendrá alguna función en la célula como romper una molécula, o formar parte de la membrana celular. Pero algunas proteínas sirven para regular a un grupo de genes para controlar el que estén activos o apagados. A estas proteínas se les conoce como factores de transcripción, y estos son los que José y su equipo están buscando.

Los factores de transcripción normalmente están relacionados con una condición, por ejemplo, si la temperatura se eleva mucho, hay un factor de transcripción que activa los genes que le permiten a la bacteria vivir a esa temperatura; o cuando la bacteria va a dividirse, hay una serie de factores de transcripción que entran en acción para coordinar tan delicada tarea. “Pero no es tan sencillo” lamenta José “aunque la información que existe es muy precisa no conocemos el funcionamiento completo de varios factores de transcripción, y además hay un sobrelape”. A lo que el Dr. Utrilla se refiere es que un gen puede ser influenciado por más de un factor de transcripción, lo cual complica la combinatoria a analizar.

ReProMin es un método que analiza las consecuencias de apagar varios factores de transcripción en E. coli bajo condiciones de laboratorio (temperatura controlada, la misma cantidad y tipo de alimento, aereación, entre otros factores), buscando cuál es la cantidad mínima de factores de transcripción que se deben de apagar para volver a la bacteria más eficiente.

José y su equipo no buscan cambios drásticos. Por ejemplo, según sus análisis –publicados el pasado 13 de julio en la revista Nature Chemical Biology– para las condiciones que tienen en el laboratorio, se podrían eliminar 132 factores de transcripción de E. coli. Si eliminaran 130 de ellos, la bacteria se liberaría del 1.06% de sus proteínas. Sin embargo, buscando las combinaciones óptimas, ReProMin pronostica que si eliminan solamente seis factores de transcripción, E. coli dejaría de hacer el 0.94% de sus proteínas, un número bastante cercano al anterior y que implica mucho menos trabajo. Ahora, si bien el número es similar, parece pequeño. ¿Realmente hay una ventaja en que una célula se libere del costo de hacer menos del 1% de sus proteínas? Pues bueno, había que probarlo.

José y sus colaboradores –entre ellos el estudiante del CCG Gustavo Lastiri, que con este trabajo buscará defender su proyecto doctoral-, ya habían realizado todo el trabajo teórico, era momento de ver si las cosas sí sucedían como sus modelos lo predecían.

Para hacer esto, crecieron cultivos de E. coli a los cuales se les habían agregado genes para que sintetizaran violaceína, un pigmento antibacterial de relevancia industrial. Este cultivo de E. coli estaba conformado por un tipo de E. coli al cual llamaron PFC, y al que se le eliminaron solamente tres factores de transcripción, liberado el 0.44% de sus proteínas. Este cambio, en esencia mínimo, logró aumentar un 20% la producción de violaceína en comparación con un cultivo de E. coli al que no se le había borrado ningún factor de transcripción.

ReProMin parece funcionar bastante bien “pero de momento sólo funciona para E. coli”, me dice José “queremos implementarlo para otros organismos” dice, pensando en el futuro. José también me habla sobre distintas técnicas de laboratorio que sabe que le darían una ventaja para hacer este proceso aún más eficiente y preciso. Esperemos se logre, también, con el mínimo de pasos.

Referencia: Lastiri-Pancardo, G., Mercado-Hernández, J.S., Kim, J. et al. A quantitative method for proteome reallocation using minimal regulatory interventions. Nat Chem Biol (2020). https://doi.org/10.1038/s41589-020-0593-y